热转化西洋参茎叶皂苷的抗氧化及美白活性

张彪，滕聪，杨修仕，张瑞，王英平，任贵兴,*

（1.成都大学农业农村部杂粮加工重点实验室，四川成都 610106）

（2.中国农业科学院作物科学研究所，北京 100081）（3.吉林农业大学中药材学院，吉林长春 130118）

随着生活水平的提高，越来越多的人开始注重抗衰老和皮肤美白方面的保养[1,2]。氧化过程是人体必不可少的生理过程，氧化自由基的过度产生会导致皮肤疾病，加速衰老[3,4]。另外，酪氨酸酶是黑色素合成中的关键酶，酪氨酸酶的过量表达会致使黑色素生成过量进而引起各种色素性疾病，导致皮肤老化[5]。然而，化学合成抗氧化剂如丁基羟基茴香醚（BHA）、二丁基羟基甲苯（BHT）、特丁基对苯二酚（TBHQ）具有一定毒性和致畸作用[6]。美白活性成分如曲酸、熊果苷、维生素C及其衍生物等又具有安全隐患、稳定性不佳或功效显现缓慢等缺点[7]。因此，寻求天然、安全有效的抗氧化和美白活性成分成为近年来国内外的研究热点之一。

西洋参（Panax quinquefoliumL.）是五加科人参属的一种多年生草本植物，原产于北美洲东部。人参皂苷是西洋参的主要活性成分之一，具有抗氧化、抗炎、抗糖尿病、抗疲劳、抗黑色素生成等生物活性[8,9]。根据其苷元结构的不同，可分为达玛烷型皂苷、奥克梯隆型皂苷和齐墩果酸型皂苷3种类型[10]。目前应用较为广泛的提取方法有索氏提取、热回流提取、超声辅助提取等[11]。西洋参的根、茎叶等部位均含有人参皂苷，且其皂苷组分较为类似，主要为Rb1、Re、Rd、Rc、Rg1、Rb3，但茎叶中人参皂苷含量明显高于主根[12-15]。西洋参根一般要生长3～4年才能采收[16]，而西洋参茎叶可于每年9～10月份进行采收[17]，且其人参皂苷含量受生长年限的影响不大[18]，因而以茎叶为原料生产的人参皂苷具有成本更低的特点。

人参皂苷分为极性人参皂苷和低极性人参皂苷[19]，低极性人参皂苷的生物活性和吸收效率通常高于极性人参皂苷[20-23]，而对人参属植物使用一些加工处理方式可以导致低极性人参皂苷含量的增加。通过糖苷酶及微生物等生物转化方法产生低极性皂苷，特异性强，反应条件温和，但反应时间较长，条件要求高[24,25]。还有学者采用微波加酸或加碱处理，其投料量大，但存在转化率低，安全性及环境污染等问题[26,27]。上述转化方法均不能满足工业化生产需求，而热转化法较为适合，其具有操作简单、转化率高、单次生产量大等优势。顾承真等[28]将人参、西洋参、三七喷洒适量水后置于高压灭菌锅中，在120 ℃条件下蒸12 h再保持24 h，其主要成分（人参皂苷Rg1、Re、Rb1、Rd等）全部转化为低极性人参皂苷Rk3、Rh4、Rk1、Rg5和20(S/R)-Rg3等。Xue等[29]以三七皂苷为原料，于高压反应釜中130 ℃条件下蒸制3 h，使5种极性人参皂苷（三七皂苷R1、人参皂苷Rg1、Re、Rb2、Rd）几乎全部转化为3种低极性人参皂苷（人参皂苷Rk3、Rh4、Rh5）。此外，有研究表明，热转化过程中低极性人参皂苷含量会随着温度（100～120 ℃）的升高与时间（0.5～4 h）的延长而增加[30]。实验室前期优化了可工业化制备的热转化条件。发现西洋参茎叶皂苷（American Ginseng Stem-leaf Saponins，AGS）在130 ℃下加热3 h后，低极性人参皂苷（Rg6、F4、Rh4、20(S)-Rg3、20(R)-Rg3、Rk1等）含量由0.08 mg/mg增加到0.76 mg/mg[31]。

因此，本文利用高效液相色谱技术分析热转化前后西洋参茎叶皂苷中低极性人参皂苷的含量变化，同时对热转化前后西洋参茎叶皂苷抗氧化活性和美白活性进行研究，为热转化西洋参茎叶皂苷活性（Heat-Transformed American Ginseng Stem-leaf Saponins，HAGS）的深入研究及其开发利用提供参考依据。

1.1 材料与试剂

西洋参茎叶皂苷购自吉林宏久生物科技有限公司。人参皂苷标准品Re、20(S)-Rg2、Rb2、Rd、Rg6、F4、Rh4、20(S)-Rg3、20(R)-Rg3、Rk1（≥98%），吉林人参研究院；
乙腈（色谱纯），美国Thermo Fisher公司；
DMSO（≥99.7%）、DPPH（1,1-二苯基-2-三硝基苯肼，≥98%）、ABTS（2,2"-氮联-双-3-乙基苯并噻唑啉-6-磺酸，≥98%）、Trolox，美国Sigma公司；
左旋多巴（≥98%）、戊二醛、亚甲基蓝、TPTZ（2,4,6-三吡啶基三嗪，≥98%），上海源叶生物科技有限公司；
B16F10小鼠黑色素瘤细胞，武汉普诺赛生命科技有限公司；
RPMI1640培养基、胎牛血清、青霉素-链霉素，上海富衡生物科技有限公司；
0.25%胰蛋白酶、磷酸盐缓冲液（PBS），美国Gibco公司；
熊果苷（≥98%），阿拉丁试剂有限公司；
过硫酸钾、醋酸、乙醇、无水氯化铁均为分析纯。

1.2 仪器与设备

YMC-ODS-AM色谱柱（4.6 mm×250 mm，5 μm）、LC-20A高效液相色谱仪，日本Shimadzu公司；
多功能酶标仪，美国Molecular Devices公司；
二氧化碳培养箱，美国Thermo公司；
倒置显微镜，上海永亨光学仪器制造有限公司；
高压蒸汽灭菌锅，日本Panasonic公司；
台式离心机，可成仪器设备有限公司；
水平振荡仪，美国Orbital shaker公司。

1.3 实验方法

1.3.1 热转化西洋参茎叶皂苷的制备

取西洋参茎叶皂苷适量置样品盘中，高压蒸汽灭菌锅130 ℃左右加热处理3 h，待冷却后，冷冻干燥，即得热转化西洋参茎叶皂苷[31]。

1.3.2 转化前后西洋参茎叶皂苷中人参皂苷含量测定

液相色谱条件[31]：采用色谱柱YMC-ODS-AM（4.6 mm×250 mm，5 μm），流动相：水（A）和乙腈（B），流速：0.8 mL/min，检测波长202 nm，柱温：25 ℃，洗脱条件如表1所示。

样品溶液配置：分别精密称取适量西洋参茎叶皂苷和热转化西洋参茎叶皂苷，体积分数为70%甲醇溶解配置成终浓度为4 mg/mL的溶液，过0.45 μm滤膜后进样，每次进样30 μL，重复三次。

标准曲线的建立：精密称取适量的人参皂苷标准品Re、20(S)-Rg2、Rb2、Rd、Rg6、F4、Rh4、20(S)-Rg3、20(R)-Rg3及Rk1，体积分数70%甲醇溶解配置成终浓度为0.5 mg/mL的标准溶液。过0.45 μm滤膜，按进样量5、10、15、20、25、30 μL分别依次注入高效液相色谱仪，按上述色谱条件测定峰面积。以峰面积为纵坐标，皂苷进样含量为横坐标作标准曲线。

表1 高效液相色谱梯度洗脱程序Table 1 High performance liquid chromatography gradient elution program

1.3.3 转化前后西洋参茎叶皂苷的抗氧化活性

1.3.3.1 DPPH自由基清除率的测定

准确称取DPPH试剂19.71 mg，用无水乙醇溶解至500 mL容量瓶中，摇匀得0.1 mmol/L，取待测样溶液0.1 mL（AGS、HAGS为0.1、0.5、1、2、5 mg/mL，Trolox为0.025、0.05、0.1、0.15、0.2 mg/mL，所有测试样品均溶解在70%乙醇）和3.9 mL DPPH溶液混匀，室温避光反应1 h，在517 nm波长下测定吸光度，体积分数70%乙醇为空白对照[32]。根据公式（1）计算待测样品对DPPH的自由基清除率：

式中：

F1——DPPH自由基清除率，%；

Az——0.1 mL样品和3.9 mL DPPH的吸光度值；

Aj——0.1 mL样品和3.9 mL无水乙醇的吸光值；

A0——0.1 mL70%乙醇和3.9 mL DPPH的吸光度值。

1.3.3.2 ABTS+自由基清除率的测定

取352 μL 140 mmol/L过硫酸钾溶液和20 mL 7 mmol/L ABTS储备液混合，室温避光储备12～16 h得到ABTS+·溶液，测定之前加入无水乙醇将ABTS+·溶液稀释至吸光值为0.700±0.02（734 nm），将3.9 mL的ABTS+·溶液与0.1 mL待测样液（AGS、HAGS为0.1、0.5、1、2、5 mg/mL，Trolox为0.025、0.05、0.1、0.15、0.2 mg/mL，所有测试样品均溶解在体积分数70%乙醇）混合均匀，室温避光反应6 min，在734 nm下测吸光值，70%乙醇为空白对照[33]。根据公式（2）计算ABTS自由基清除率：

式中：

F2——ABTS+自由基清除率，%；

Am——0.1 mL样品和3.9 mL ABTS·+溶液的吸光值；

An——0.1 mL70%乙醇和3.9 mL ABTS·+溶液的吸光值。

1.3.3.3 还原力的测定

0.3 mol/L醋酸缓冲液（pH值3.6），10 mmol/L TPTZ溶液（40 mmol/L的盐酸溶液配置）和20 mmol/L FeCl3以10:1:1的比例混合得FRAP工作液。3.9 mL FRAP工作液加入0.1 mL样品溶液（浓度均为5 mg/mL），混匀后，在37 ℃恒温水浴中反应10 min，于593 nm下读取吸光度值，以体积分数70%乙醇为空白对照[34]。

标准曲线的绘制：吸取0.1 mL系列浓度为0.025、0.05、0.1、0.15、0.2和0.5 mg/mL Trolox，与3.9 mL FRAP溶液混合，在37 ℃水浴中反应10 min，于593 nm下读取吸光值，以Trolox的浓度为横坐标，吸光值为纵坐标绘制标准曲线：y=2.4817x+0.0177，R2=0.9993。结果FRAP值表示为每克干重相当于Trolox还原力的相当量（mg TEAC/mg DW）。

1.3.4 转化前后西洋参茎叶皂苷的美白活性

1.3.4.1 细胞培养及传代

无菌条件下，将B16F10小鼠黑色素瘤细胞（B16细胞）接种于含有10%胎牛血清和1%双抗的RPMI-1640培养基的培养瓶中。待细胞生长至融合状态，用PBS漂洗1次，经0.25%胰蛋白酶消化，添加含有10%胎牛血清和1%双抗的RPMI-1640培养基，于二氧化碳培养箱中37 ℃、5% CO2的饱和湿度环境中培养，每2 d传代一次。

1.3.4.2 B16细胞增殖率的测定

取对数期生长的B16细胞，调整细胞浓度为每毫升2×105个细胞，接种于96孔板，每孔100 μL，于培养箱中37 ℃，5% CO2培养24 h，弃去培养液，分别加入100 μL不同浓度（0.025、0.05和0.1 mg/mL）的样品，每个浓度3次重复，24 h后用PBS洗1次，加入50 μL HBSS（含1.25%戊二醛＋0.6%亚甲基蓝），至培养箱中孵育1 h，取出倾倒掉染色液，蒸馏水漂洗，加入100 μL洗脱液（含49% PBS缓冲液+体积分数50%乙醇+体积分数1%乙酸），室温振摇30 min，波长570 nm测吸光度值[35]。根据公式（3）计算细胞存活率。

式中：

P——细胞存活率，%；

A0——对照组吸光度；

Aw——样品组吸光度。

1.3.4.3 B16细胞内酪氨酸酶抑制活性的测定

取对数期生长的B16细胞，调整细胞密度为每毫升5×105个细胞，接种于6孔板中，每孔1 mL，于培养箱中37 ℃，5% CO2培养24 h，吸弃培养液，PBS洗1次，每孔加入1 mL不同浓度（0.025、0.05和0.1 mg/mL）的样品，48 h后，弃上清液，用PBS清洗1次，质量分数0.25%胰蛋白酶消化收获细胞沉淀。加入1 mL 0.5%脱氧胆酸钠水溶液，在-20 ℃下放置5 min，然后在4 ℃下放置10 min裂解细胞制备含酪氨酸酶提取液。取该提取液0.5 mL，于37 ℃预温10 min后加入0.3%多巴溶液0.5 mL，37 ℃水浴反应5 min后取出，在475 nm处下测定吸光值，平行试验3次[36]。细胞酪氨酸酶抑制率按公式（4）计算：

式中：

Z1——酪氨酸酶抑制率，%；

B0——对照组吸光度值；

Bn——实验组吸光度值。

1.3.4.4 B16细胞内黑色素形成抑制活性的测定

细胞培养方法同1.3.4.3。在收获的细胞沉淀中加入1 mL 1 mol/L的NaOH（含体积分数10% DMSO）溶液，于80 ℃水浴1 h充分溶解后，测定405 nm处的吸光值[37]。根据公式（5）计算抑制率：

式中：

Z2——黑色素形成抑制率，%；

C0——对照组吸光度；

Cn——样品组吸光度。

1.3.5 数据处理

应用IBM SPSS Statistics 19软件进行数据分析，所得结果进一步采用Origin 9.1作图。

2.1 转化前后西洋参茎叶皂苷标准曲线的建立及含量测定

图1 转化前后西洋参茎叶皂苷的HPLC-UV液相图谱Fig.1 HPLC-UV liquid chromatogram of American ginseng stem-leaf saponins before and after transformation

如图1所示，图1a为转化前的西洋参茎叶皂苷的液相色谱图，图1b为转化后的西洋参茎叶皂苷的液相色谱图。人参皂苷标准曲线及含量如表2所示，热转化后，西洋参茎叶皂苷中总人参皂苷含量由0.46 mg/mg显著增加至0.75 mg/mg，其中极性人参皂苷Re、Rg2(S)、Rb2、Rd含量减少，而低极性人参皂苷（包括Rg6、F4、Rh4、Rg3(S)、Rg3(R)、Rk1）含量由0.07 mg/mg显著增加至0.66 mg/mg。本研究结果与Hwang等[38]和Kim等[39]得出热处理后人参粗皂苷含量增加，极性人参皂苷含量逐渐减少，而低极性人参皂苷含量显著增加的结论相似。另外，有研究表明，原人参二醇型皂苷Rb2、Rd的C-20位糖苷键断裂产生人参皂苷Rg3，而人参皂苷Rg3的C-20位置进一步脱水转化为Rg5和Rk1[40]。极性人参皂苷Re经过脱糖和脱水反应，可生成低极性人参皂苷Rh4[41]。在本研究中，低极性人参皂苷Rg6、F4、Rh4、20S-Rg3、20R-Rg3、Rk1可能是由于极性人参皂苷Re、Rb2和Rd在热转化过程中脱去糖基和水分子形成的。

表2 人参皂苷标准曲线的建立及含量Table 2 Establishment and content of standard curve of ginsenosides (mg/mg)

2.2 西洋参茎叶皂苷抗氧化活性

2.2.1 DPPH自由基清除能力

如图2所示，转化前后的西洋参茎叶皂苷均具有清除DPPH自由基的能力，且呈浓度依赖关系。Trolox的DPPH自由基清除能力最强，浓度为0.2 mg/mL时，Trolox对DPPH自由基的清除率为60.48%。浓度为5 mg/mL时，热转化前后西洋参茎叶皂苷对DPPH自由基的清除率分别为16.65%和38.28%，可以看出，转化后西洋参茎叶皂苷对DPPH自由基的清除能力得到显著提高。袁元等[42]研究报道白参、红参和黑参的DPPH自由基清除率大小顺序为黑参＞白参＞红参，可能原因是白参的总皂苷高于红参，且红参中生成的稀有人参皂苷Rg3、Rh1的含量有限，而黑参总皂苷含量虽然没有白参总皂苷含量多，但由于生成了大量具有高抗氧化性的人参皂苷Rg3、Rh1，所以黑参皂苷自由基清除能力最强。Lee等[43]研究表明膨化前后红参提取物的DPPH自由基清除率分别为51%和86.2%。膨化红参中总人参皂苷含量提高，其中人参皂苷Rg3(S)含量从0.23 mg/g显著增加至0.46 mg/g。膨化红参提取物体外抗氧化活性增强的原因之一可能是总人参皂苷含量或人参皂苷Rg3(S)的增加。在本研究中，热转化西洋参茎叶皂苷的总人参皂苷含量得到显著提高，其中人参皂苷Rg3（包括Rg3(S)和Rg3(R)）含量从0.03 mg/mg增加至0.17 mg/mg，所以热转化西洋参茎叶皂苷比西洋参茎叶皂苷具有更强的抗氧化能力。此外，美拉德反应产物的形成可能是热转化西洋参茎叶皂苷抗氧化活性增强的另一个原因[44]。Sharma等[45]报道称，热加工过程中发生了美拉德反应，进而产生了深色色素。Manzocco等[46]认为这些色素（尤其是类黑素）是具有抗氧化活性的化合物。所以，抗氧化活性的提高可能与美拉德褐变色素的形成有关，而美拉德褐变色素的产生增强了热转化西洋参茎叶皂苷的抗氧化活性。

图2 转化前后西洋参茎叶皂苷对DPPH自由基的清除作用Fig.2 Scavenging effect of American ginseng stem-leaf saponins on DPPH free radical before and after transformation

2.2.2 ABTS+自由基清除能力

如图3所示，转化前后的西洋参茎叶皂苷均具有清除ABTS+自由基的能力，且呈浓度依赖关系。Trolox的ABTS+自由基清除能力最强，浓度为0.2 mg/mL时，Trolox对ABTS+自由基的清除率为51.37%。浓度为5 mg/mL时，热转化前后西洋参茎叶皂苷的ABTS+自由基清除率分别为8.24%和41.94%，转化后西洋参茎叶皂苷ABTS+自由基清除能力显著提高。

Lee等[43]测得膨化前后红参提取物的ABTS+自由基清除率分别为28.72%和72.23%。膨化红参提取物的DPPH与ABTS+自由基清除率均在70%以上。Hwang等[47]研究表明随着热处理温度的升高，人参的DPPH自由基清除能力与ABTS+自由基清除能力均得到显著提高。其它研究表明，ABTS法测定的抗氧化能力与DPPH法测定的抗氧化能力呈极显著正相关[48]。本研究中，西洋参茎叶皂苷、热转化西洋参茎叶皂苷和Trolox的ABTS+自由基清除能力也表现出与DPPH自由基清除能力一致的趋势。

图3 转化前后西洋参茎叶皂苷对ABTS+自由基的清除作用Fig.3 Scavenging effect of American ginseng stem-leaf saponins on ABTS free radical before and after transformation

2.2.3 还原力

图4 转化前后西洋参茎叶皂苷的还原力（FRAP值）Fig.4 Reducing power of American ginseng stem-leaf saponins before and after transformation (FRAP)

还原力是评价天然产物抗氧化能力的指标之一。不同样品的还原能力如图4所示，在5 mg/mL浓度下，热转化西洋参茎叶皂苷的F R A P值为25.22 mg TEAC/g DW，西洋参茎叶皂苷的FRAP值为3.24 mg TEAC/g DW。热转化西洋参茎叶皂苷的还原能力约为西洋参茎叶皂苷的8倍。本文测定热转化前后西洋参茎叶皂苷的还原力结果与Hwang等[38]得出热处理后人参根和人参叶的还原力显著提高的结果相似。此外，Gui等[49]研究发现对白参粉和红参粉进行挤压蒸煮后还原能力均得到提高。本研究中，热转化前后西洋参茎叶皂苷的还原力与DPPH自由基清除能力和ABTS自由基清除能力趋势保持一致。

2.3 西洋参茎叶皂苷美白活性

2.3.1 转化前后西洋参茎叶皂苷对B16细胞增殖的影响

不同样品处理后的B16细胞存活率如图5所示，在0.025～0.1 mg/mL浓度范围内，随着西洋参茎叶皂苷与熊果苷浓度的升高，B16细胞存活率未见明显下降。而随着热转化西洋参茎叶皂苷浓度的逐渐升高，热转化西洋参茎叶皂苷对B16细胞表现出一定的抑制作用，但在浓度0.1 mg/mL时，热转化西洋参茎叶皂苷处理下的B16细胞存活率仍大于90%，表明转化前后的西洋参茎叶皂苷在受试浓度范围内不会对B16细胞产生细胞毒性。

图5 转化前后西洋参茎叶皂苷对B16细胞增殖的影响Fig.5 Effects of American ginseng stem-leaf saponins on B16 cell proliferation before and after transformation

2.3.2 转化前后西洋参茎叶皂苷对B16细胞内酪氨酸酶活性的影响

酪氨酸酶是黑色素合成的关键酶，抑制酪氨酸酶活性就能够有效抑制黑色素的形成[5]。如图6所示，在0.025～0.1 mg/mL浓度范围内，随着样品浓度的提高，样品对细胞内酪氨酸酶的抑制作用越来越强，且呈现剂量依赖关系。在各个测试浓度下，熊果苷对B16细胞内酪氨酸酶活性的抑制作用最强。在0.025～0.05 mg/mL浓度范围内，西洋参茎叶皂苷对酪氨酸酶的抑制作用强于热转化西洋参茎叶皂苷；
当浓度达到0.1 mg/mL时，热转化西洋参茎叶皂苷对酪氨酸酶的作用强于西洋参茎叶皂苷，抑制率分别为33.54%和30.22%。研究表明，人参皂苷Rb2、Rh4、Rg3和Rk1均能抑制酪氨酸酶活性[50-53]。在本研究中，西洋参茎叶皂苷中人参皂苷Rb2和Rg3(R)含量分别为0.12 mg/mg和0.03 mg/mg。热转化西洋参茎叶皂苷中人参皂苷Rb2、Rh4、Rg3(S)、Rg3(R)和Rk1含量分别为0.02、0.16、0.05、0.12和0.12 mg/mg。虽然热转化西洋参茎叶皂苷中人参皂苷Rb2、Rh4、Rg3(S)、Rg3(R)和Rk1含量显著高于西洋参茎叶皂苷中人参皂苷Rb2和Rg3(R)含量，但热转化西洋参茎叶皂苷对酪氨酸酶的抑制作用并未显著强于西洋参茎叶皂苷。有研究表明，不同药物的组合应用所产生的效应关系可以是协同作用，也可以是拮抗作用[54]。所以造成热转化西洋参茎叶皂苷对酪氨酸酶的抑制作用并未显著强于西洋参茎叶皂苷的可能原因是热转化西洋参茎叶皂苷中各组分之间存在着抑制酪氨酸酶活性的拮抗作用。

图6 转化前后西洋参茎叶皂苷对B16细胞内酪氨酸酶活性的抑制作用Fig.6 Inhibition of saponins from American ginseng stem-leaf saponins on tyrosinase activity in B16 cells before and after transformation

2.3.3 转化前后西洋参茎叶皂苷对B16细胞内黑色素形成的抑制作用

如图7所示，在不同的浓度下处理B16细胞，随着样品浓度的提高，样品对B16细胞内黑色素形成的抑制作用逐渐增强，且呈现剂量依赖关系。在浓度为0.1 mg/mL时，热转化西洋参茎叶皂苷对细胞内黑色素形成的抑制作用最强，西洋参茎叶皂苷次之，熊果苷最弱，抑制率分别为29.33%、17.27%和12.31%。这与吴永祥等[55]测得100 mg/L的熊果苷对黑色素生成的抑制率为17.29%实验结果相似。然而，本研究结果与酪氨酸酶活性抑制结果：熊果苷＞热转化西洋参茎叶皂苷＞西洋参茎叶皂苷的趋势不一致。有研究报道，人参皂苷Rb2通过下调小眼畸型相关转录因子（MITF）和酪氨酸酶（TYR）表达，降低小鼠黑色素细胞中的黑色素形成[50]。人参皂苷Rh4苷元可通过下调MITF和TYR显著降低B16黑色素瘤细胞中的环磷酸腺苷（cAMP）水平，抑制黑色素形成[51]。人参皂苷Rg3能有效抑制MITF、酪氨酸酶相关蛋白1（TRP1）和TYR的表达，提高细胞外信号调节激酶（ERK）信号蛋白水平来抑制黑色素形成[52]。Rk1通过激活MEK-ERK信号通路来抑制酪氨酸酶表达，减少黑色素的形成[53]。上述研究表明，热转化西洋参茎叶皂苷与西洋参茎叶皂苷除通过抑制酪氨酸酶活性来减少黑色素生成的途径外，还存在其他抑制黑色素形成的机制途径，所以熊果苷对黑色素形成的抑制作用最弱。此外，又由于热转化西洋参茎叶皂苷中人参皂苷含量（Rb2、Rh4、Rg3、Rk1）明显高于西洋参茎叶皂苷，因此，热转化西洋参茎叶皂苷对B16细胞内黑色素形成的抑制作用强于西洋参茎叶皂苷。

图7 转化前后西洋参茎叶皂苷对B16细胞内黑色素形成的抑制作用Fig.7 Inhibition of saponins from American ginseng stem-leaf saponins on melanin formation in B16 cells before and after transformation

本研究利用西洋参茎叶皂苷作为原料，通过热转化处理使得西洋参茎叶皂苷中的极性人参皂苷脱去糖基和水分子形成低极性人参皂苷，低极性人参皂苷含量得到显著提高。同时，热转化西洋参茎叶皂苷表现出比西洋参茎叶皂苷更强的DPPH自由基清除能力、ABTS+自由基清除能力、还原能力、抑制酪氨酸酶活力以及抑制黑色素合成能力，并表现出明显的量效关系。这些结果将对西洋参茎叶皂苷的开发研究提供重要的参考价值，为后期深入探究热转化西洋参茎叶皂苷的抗氧化、美白相关的活性机制奠定基础。

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